赵庆华医生的科普号

全世界范围内，退行性椎间盘疾病(DDD)和关节突关节骨关节炎(ZJO)是导致成人颈椎疼痛的两大主要原因。近60%轴性颈痛患者的病因是DDD和ZJO(Falcoetal.2012)。肌肉和韧带的因素也会导致轴性颈痛，本章主题暂不涉及。颈部疼痛和腰背痛一样，对公众健康产生巨大影响，会导致严重的残疾和生活质量的降低，明显减低生产力水平，也可导致患者抑郁和社交障碍等。随着人口老龄化的不断加重，退行性颈椎疾病日趋常见，咨询这类疾病和最终接受手术治疗的患者数量明显增加(Wangetal.2007)。颈椎间盘和关节突关节疼痛治疗借鉴了腰痛治疗成功的经验和最近进展，即对病变部位和“疼痛感受器”进行治疗时，尽量减少对相邻关节的损害。科学理论的发展以及微创技术的完善，明显改善颈部疼痛，从而为DDD和ZJO等疾病的患者诊治提供了更多选择。在诸多治疗方案中，显著改变椎间盘源性和面神经源性疼痛的治疗方法之一是通过高温释放热量对伤害感受器进行消融（无论是激光还是射频）和对神经元进行处理，分别称之为椎间盘热成形术（TDP）和内侧支神经松解术。这些微创治疗技术在腰痛治疗中的有效性已被广泛证明，其在颈椎的应用也逐渐增多。椎间盘与关节突关节源性的颈椎疼痛颈部疼痛是成人就诊的常见原因(Cté et al. 1998)。目前，颈痛的患病率估计占总人口的26-71%，是造成残疾的主要原因(Falco et al. 2012)。当然，由于颈部所承受的轴向负荷远小于腰部所承受的负荷。因此，腰背痛比颈部疼痛明显更为常见(Roh et al. 2005)。颈部解剖结构复杂，诸多因素可以导致颈部疼痛。最常见的疼痛原因为椎间盘退变(颈椎间盘病变)和关节突关节骨性关节炎。据估计，约16%的轴向疼痛是椎间盘源性疼痛，55%的患者存在关节突关节源性疼痛(Yin et al.2008)。椎间盘和关节突关节提供了颈椎运动节段的生物力学稳定性。此外，它们还能促进协调颈椎运动，吸收冲击，稳定椎体，并保持椎间孔窗的稳定性。但是，外伤或者与衰老同步的退变可导致颈椎正常解剖破坏，并且最终产生颈部疼痛。椎间盘退变是机体正常老化过程的一部分，主要是由于椎间盘结构中，蛋白多糖和软骨的生化结构和比例改变所致(Roh et al. 2005)。椎间盘的再水化能力降低，改变了椎间盘的体积和结构(Buckwalter 1995)。此外，纤维环也会因为胶原蛋白的丧失而发生变化，从而导致裂缝和神经组织的再长入。退变晚期纤维环进行性退化，髓核突出压迫邻近区域结构如硬脊膜囊或神经根。这种椎间盘组织完整性和连续性的丧失导致椎间关节结构失衡，从而又发和加重关节突关节的退变。此外，神经解剖学、神经生理学和生物力学研究都证明了关节突关节内存在游离的和有包膜的神经末梢，且神经末梢内含有P物质(Bogduketal.1982,Masiniet al. 2005, Ohtori et al.2000)。正如腰椎，轴性颈痛的确切病因和治疗是有争议的。最近有人认为退变过程和持续的微小创伤导致椎间盘和关节突关节发生肥大现象和神经发生，在椎间盘后缘和小关节的纤维软骨上产生新的神经末梢(Eubanks et al. 2007)。

作者：殷翰林 邓国英 赵庆华单位：上海市第一人民医院文章亮点：摘要背景：椎间盘退变引起的疾病严重影响着现代社会，目前的治疗方案主要侧重于缓解疼痛症状，而无法阻止退变的进程。基于此，干细胞移植治疗正成为该领域的研究热点，而干细胞移植前的处理方法对于治疗效果至关重要。目的：综述干细胞移植前处理治疗椎间盘退变的研究进展，为提高干细胞移植的疗效提供思路。方法：由第一作者用计算机检索Pubmed数据库相关文献，检索时间为1995年至2016年，英文检索词为“stem cell transplantation, intervertebral disc degeneration”，相关文献包括综述、基础研究和临床研究，最终纳入69篇。结果与结论：干细胞移植前的处理方法主要分为：髓核细胞共培养，生长因子处理，低氧处理，转染，组织工程复合体，力学刺激以及数量控制。然而现有实验多是在动物模型上进行，将其应用于临床治疗还需要更多的研究。关键词：干细胞；移植前处理；髓核细胞共培养；生长因子；低氧；转染；组织工程复合体；力学刺激；数量；……基金主题词：干细胞；移植前处理；椎间盘退变基金资助：Progress in pretreatment of stem cell transplantation in the repair of intervertebral disc degenerationYin Han-lin, Deng Guo-ying, Zhao Qing-hua (Department of Orthopedics, Shanghai First People’s Hospital, Shanghai 201620, China.)AbstractBACGROUND: Modern society is severely strained by the diseases arising from intervertebral disc degeneration (IVDD). Current treatments for IVDD may alleviate pain but fail to prevent the degenerative process of the IVD. As a result, stem cell transplantation represents a promising approach to IVDD. Furthermore, pretreatment of stem cells has been reported to be crucial to the advancement of the therapy.OBJECTIVE: To review the progress in pretreatment of stem cell transplantation in the repair of IVDD, thus providing ways to improve the curative effect.METHODS: Pubmed database was retrieved by the first author using computer to search relevant articles published from 1995 to 2016. The key words were “stem cell transplantation, intervertebral disc degeneration” in English. Then 69 articles were suitable for final analysis, including reviews, basic and clinical studies.RESULTS AND CONCLUSIONS: Pretreatments of stem cell transplantation are as follows: co-culture of nucleus pulposus; treatment of growth factors; hypoxia; transfection; tissue engineering complexSubject headings: stem cell; pretreatment of transplantation; intervertebral disc degenerationFunding:0引言 Introduction椎间盘退变（intervertebral disc degeneration，IDD）是骨科临床常见病，接近40%的30岁以下人群以及超过90%的55岁以上人群受到不同程度的椎间盘退病变的影响[1]。椎间盘退变可导致严重的下腰痛[2]，是许多国家失业和致残的主要原因，给社会造成极大的经济负担[3]。传统椎间盘退变的治疗手段包括保守治疗和手术治疗，然而二者均无法有效恢复椎间盘的功能[4]。基于此，椎间盘退变的生物学治疗日益受到重视，其中干细胞移植治疗因为取材方便，多向分化潜能，同种异体移植不易发生免疫排斥反应，易于体外扩增等优势而受到广泛关注[5, 6]。目前干细胞移植面临的主要难题是干细胞在椎间盘特殊微环境中的存活、增殖、分化。干细胞移植前处理可以使干细胞更加适应椎间盘微环境，促进其增殖分化进而有效提高干细胞移植效率。目前干细胞移植研究所使用的种子细胞主要是是骨髓间充质干细胞（BMSCs）和脂肪源性干细胞（ADSCs），另外，关节滑膜源性干细胞（SDSCs）、人诱导性多能干细胞（hiPSCs）、肌肉源性干细胞（MDSCs）、髓核干细胞（NPSCs）、嗅神经干细胞等也有研究。干细胞移植前的处理方法主要分为：髓核细胞（NPCs）共培养，生长因子处理，低氧处理，转染，组织工程复合体，力学刺激以及数量控制。现就不同类型干细胞移植前处理做相关综述于下。1资料和方法 Data and methods1.1检索策略 由第一作者用计算机检索Pubmed数据库相关文献，检索时间为1995年至2016年，检索词为“stem cell transplantation, intervertebral disc degeneration”。1.2入选标准纳入标准：①具有原创性，论点论据可靠的干细胞移植前处理研究文章。②文献主题内容与椎间盘退变的干细胞移植治疗联系紧密的文章。排除标准：①重复性研究。②与椎间盘退变的干细胞移植治疗联系不紧密的文章。③统计方法不科学的文章。1.3 资料提取和文献质量评价资料提取：共检索到150篇文章，按纳入和排除标准对文献进行筛选，共纳入69篇文章。以此为依据对干细胞移植前处理治疗椎间盘退行性病变，进行归纳和总结。文献质量评价：全部为英文文献，其中部分为综述，大部分为实验性论著。2结果Results2.1 髓核细胞共培养与NPCS共培养，可促进干细胞向髓核样细胞表型分化，更有利于适应椎间盘内的微环境。2.1.1 BMSCsBMSCs与NPCs共培养可促进BMSCs向软骨样细胞分化，且同二者比例相关。NPCs：BMSCs为75:25和50:50时，蛋白多糖和糖胺聚糖的合成速率最大[7]。NPCs共培养促进MSCs向软骨样细胞分化的可能原因有：一是旁分泌刺激途径[8]，。NPCs分泌的各种细胞因子和生长因子可促进MSCs向类髓核表型转化[8, 9]，与此同时，MSCs旁分泌产生的可溶性细胞因子可下调NF-κB信号通路以及上调TGF-β、胰岛素样生长因子-1（IGF-1）、表皮生长因子（EGF）和血小板衍生生长因子（PDGF）的表达，进而促进NPCs的有丝分裂以及组织恢复[10-13]。二是细胞融合途径。细胞融合可增强成体干细胞的可塑性以及组织修复的能力[14, 15]。然而在MSCs与NPCs共培养体系研究中，细胞融合是否真正起到作用，仍然存在着争议[16, 17]。2.1.2 ADSCs目前移植治疗椎间盘退变的研究中ADSCs的使用十分广泛，仅次于BMSCs。共培养系统中，ADSCs可通过刺激退变NPCs分裂和基质合成，提高退变椎间盘中NPCs的恢复能力[18]。在非接触共培养研究中，发现NPCs可诱导ADSCs向髓核表型分化，而具体的原因主要与NPCs分泌的可溶性因子有关[19]。2.1.3 SDSCs研究发现，共培养体系中，SDSCs可通过抑制NPCs中与基质降解酶和炎症细胞因子相关的基因表达，减少炎症反应的发生，促进组织的恢复[20]。2.1.4 hiPSCs有学者发现将猪髓核组织，粉碎后直接或通过隔加入到hiPSCs的培养皿中，可观察到三种脊索细胞标志基因的高表达：Brachyury T，细胞角蛋白-18和细胞角蛋白-8。表明了人诱导性多能干细胞向脊索样细胞的分化。而体外实验证实这些脊索样细胞具有向髓核样细胞分化的能力[21]。与NPCs或脊索细胞共培养可提高hiPSC向髓核样细胞分化能力在其他实验中已得到证实[22, 23]。2.1.5 MDSCs研究表明在体外共培养可促进NPCs与MDSCs蛋白多糖、糖胺多糖的表达以及增强NPCs增殖能力，且当比例为75:25时，这种作用最明显[24]。嗅神经干细胞有学者研究了嗅神经干细胞与退变髓核组织的共培养，结果发现几乎100%嗅神经干细胞均表达了NPCs减震功能所必需的两种蛋白：CT2和CSPG，细胞形态学观察显示了二型胶原合成的增多，这些均表明嗅神经干细胞向NPCs软骨样表型分化[25]。总的来说，干细胞移植前与NPCs共培养可促进细胞外基质合成，诱导干细胞向髓核样细胞转化，显著提高治疗的成功率。2.2生长因子处理MSCs的分化可受到一系列细胞因子影响，主要包括转化生长因子-β（TGF-β），胰岛素样生长因子（IGF），骨形态发生蛋白（BMP），血小板源性生长因子（PDGF）, 成纤维细胞生长因子（FGF）等 [26]。TGF-β1可通过提高丝裂原活化蛋白激酶（MAPK）活性，促进Sox-9、Smad-3、二型胶原、聚集蛋白聚糖等基因的表达使多种细胞合成和分泌细胞外基质[27, 28]，也可作为诱导因子，诱导BMSCs[26, 29]或SDSCs[30]呈现髓核样细胞表型。另外BMPs也可诱导BMSCs分化为髓核样细胞表型[31]，且与TGF-β1具有协同效应[32]TGF-β3可促进多种细胞类型的软骨样分化[33, 34]，Tao, Y等探究了TGF-β3和IGF-1对于NPSCs的增殖能力，生存能力，向NPCs表型分化的能力的影响以及潜在机制。结果表明，TGF-β3和IGF-1之间的协同效应提高了NPSCs的生存能力，细胞外基质的生物合成水平以及向NPCs的分化能力，其作用机制与MAPK/ERK通路的活化有关[35]。因此NPSCs移植前用TGF-β3和IGF-1处理，移植后效果可能更好。此外PDGF和FGF对MSCs的增殖以及软骨样分化的促进作用也已得到证实[36]在生长因子应用过程中，也存在一定的风险。如过高浓度的BMP2或TGF-β会导致骨生成和肥大[37-39]，因此浓度的控制十分重要。总的来说，生长因子的处理有利于干细胞的髓核样分化和细胞外基质的合成，然而也存在着失控的风险，但是通过合理地控制各种生长因子的浓度和比例是可以显著降低这种风险的，因此生长因子的预处理是有效的。2.3低氧处理椎间盘是机体最大的无血管组织，存在特殊的低氧环境[40]，退变椎间盘中，氧气浓度，葡萄糖浓度进一步降低,基质酸度升高。这些不利的环境条件可能会严重影响移植干细胞的生存和组织修复能力，给椎间盘退变的干细胞移植策略提出了挑战[41]。因此，增强干细胞应对椎间盘微环境的能力，显得十分必要。而目前针对性的预处理方式主要为低氧预处理。低氧处理对干细胞的作用主要有以下三方面：1提高生存率。在体内，缺氧的环境会导致MSCs的凋亡，这与线粒体功能失调引发的Caspase-3活化[42]以及MSCs内源性CSE（细胞胱硫醚-γ-裂解酶）/H2S系统的抑制[43]有关。而低氧预处理后，可诱导MSCs促生存基因如Akt的大量表达，有利于HIF-1α稳定性的维持，减少缺氧造成的细胞死亡[42]。2 促进增殖分化。低氧可促进MSCs的增殖和分化，调节MSCs的旁分泌，促进许多分泌因子的表达如：VEGF和IL-6[42]。低氧预处理可促进MSCs成软骨相关基因和标志的表达，GAG、聚集蛋白聚糖和二型胶原的积累，诱导MSCs向髓核样细胞分化[44-46]，这与低氧促进了AKT和p38MAPK（丝裂原活化蛋白激酶）和磷酸化以及HIF-1α的激活有关[47]。3 迁徙归巢。缺氧在MSCs的迁徙和归巢中起着重要的作用，主要依靠其促进间充质细胞源性因子-1以及其受体CXCR4的表达来实现的[42]。总体而言，低氧预处理可以显著增强MSCs应对椎间盘不利微环境的能力。2.4转染通过基因转染，可有效调节细胞分化，增强细胞旁分泌能力，提高细胞抗性。在近些年的研究中，细胞移植前基因的转染，主要集中在SOX家族基因和Bcl-2基因上。2.4.1 SOXSOX9是属于SOX蛋白家族的一个转录因子，对于成软骨和二型胶原合成十分关键，被称为软骨表型的关键调控者[48, 49]。有研究已证实SOX9转染BMSCs有利于其软骨样分化[50]。还有实验在大鼠模型上研究了腺病毒介导SOX9转染的BMSCs移植治疗椎间盘退变的效果，结果观察到转染组细胞外基质量的增多以及髓核结构得到了更好的保持，表明了SOX9转染大大增强了BMSCs对退变椎间盘的修复作用[4]。此外已有许多研究证实SOX-5，SOX-6和SOX9共转染可诱导ADSCs和BMSCs的软骨样分化[51-56]，然而对于退变椎间盘的修复作用有待更多体内实验验证。2.4.2 Bcl-2Bcl-2基因是细胞凋亡通路中的一个关键的调节者[57]。Bcl-2基因的过度表达可延缓细胞死亡，强细胞的生长力[58]。因此Bcl-2基因的转染将有利于干细胞在 椎间盘微环境中的生存。Fang, Z.等研究了GFP-Bcl-2转染的BMSCs在缺氧条件下生存力和功能的改变。结果与未转染组相比，转染组凋亡率更低，Sox-9、聚集蛋白聚糖、二型胶原和蛋白多糖等与软骨相关的基因表达更旺盛。表明移植前进行GFP-Bcl-2转染可提高BMSCs在缺氧条件下的生存力以及促进其向髓核样细胞的分化[59]。2.4.3其它除了基因过表达外，还可通过沉默的方式实现对干细胞的调控。最近的一项研究表明，对一种抗软骨形成因子miR-221进行沉默可在体外和体内高效促进人MSCs的软骨化，而且该过程不需要软骨诱导因子TGF-β的作用。研究人员瞬时转染microRNA拮抗剂将miR-221沉默，首先在3D培养基上对这种方法的可行性进行了验证，随后在体内模型中进行了验证[60]。然而该方法应用于椎间盘退变的修复有待进一步证实。总的来说，基因转染可以高效地调控干细胞基因的表达，诱导干细胞的增殖分化。然而基因转染可能带来的生物安全问题，也是我们不能忽视的。2.5组织工程复合体干细胞移植进椎间盘有三种方式[61]：直接注入；随支架注入；基因转染后注入。其中随支架注入的前提即为构建组织工程复合体，组织工程复合体模拟了ECM的三维框架结构，有利于干细胞移植后的存活，分化，功能维持等，其具体作用分为： 直接作用，间接作用和附加作用。直接作用：促进干细胞的黏附与迁徙，进而维持干细胞的活性，有利于其存活[62]间接作用：促进细胞外基质的合成和干细胞的软骨样分化。这对于治疗椎间盘退变具有十分重要的意义。有学者将透明质酸作为ADSCs的支架植入犬退变椎间盘中，结果观察到了二型胶原和聚集蛋白聚糖基因的高表达和细胞外基质的显著增多[63]。还有实验证实了TF水凝胶作为NPSCs（NPSCs）支架时，若弹性系数低，则促进NPSCs向软骨分化，弹性系数高，则促进NPSCs向骨分化[64]。附加作用：传送和释放促进细胞定植和祖细胞产生的药物[65]目前有许多生物材料可用于构建组织工程复合体，包括水凝胶、一型胶原、透明质酸、纤维蛋白、藻酸钙、壳聚糖和二型胶原等，但是哪种材料取得的效果最好依然需要更多研究证明。2.6其它2.6.1力学刺激Sun, Z等探究了力学刺激条件下ADSCs对NPCs的影响，二者在压力刺激环境下共培养。结果表明，ADSCs保护NPCs不让其凋亡，涉及到的机制有：抑制caspase-9和caspase-3的活性，上调与ECM相关基因的表达，下调基质金属蛋白酶的合成和炎症因子的产生[66]。因此干细胞移植前进行力学刺激的处理将有利于髓核组织的修复，移植后效果更好。最新研究揭示了干细胞如何通过改变其细胞核中DNA的组装方式来感知并且对外部机械力做出反应：机械力通过一种名为emerin的关键蛋白质在核被膜上被感知，emerin将细胞核同DNA的结构骨架联系起来，之后DNA的包装发生全面变化，转录活性发生全面改变[67]。ADSCs在压力刺激下的分化可能也与之有关。2.6.2数量控制有学者建立了犬椎间盘退变模型来研究用于移植治疗椎间盘退变的MSCs的最佳数量。三组分别移植10（5），10（6）和10（7）个MSCs，正常椎间盘和未移植干细胞的退变椎间盘组作为对照。与正常椎间盘组相比，移植组椎间盘高度和纤维环结构保持的更好。MSCs和NPCs存活率的分析表明，10（6）组与10（5）和10（7）组相比，存活率更高，对椎间盘结构的保持和对减缓退变的效果最好[68]。该实验证明了干细胞移植数量对于治疗效果的重要性，该实验的不足在于只是在犬椎间盘退变模型上进行的，临床应用中，干细胞移植的最佳数量会有所不同，而且会受到退变程度的影响[69]，但是不可否认的是，移植前处理时对干细胞数量的控制有十分重要的意义。3小结 Conclusion基于上述分析，干细胞移植前处理有利于提高其移植的疗效，本文总结了已经使用过的干细胞移植前处理治疗椎间盘退变的方法，包括：与NPCs共培养，生长因子处理，低氧处理，基因转染，组织工程复合体，力学刺激以及数量控制。干细胞移植前处理，在干细胞移植治疗椎间盘退行性病变中，具有较强的应用前景。作者贡献：第一作者构思并设计本综述、资料收集、查阅文献和成文，通讯作者审校，第一作者和通讯作者共同对文章负责。利益冲突：文章及内容不涉及相关利益冲突。伦理要求：未涉及伦理冲突内容。作者声明：①论文是作者独立取得的原创性研究成果，未曾在国内外公开发表过。②所投稿件没有一稿二（多）投。③未将一篇论文稍作修改多次投稿或分成多篇论文进行多次发表。④没有抄袭、剽窃行为，明确说明使用过或引用过他人的工作等。⑤论文作者单位和作者署名排序无争议。⑥不涉及保密和拟申请专利内容。⑦除文中特别加以标注和致谢，不侵犯任何版权或损害第三方的任何其他权利。术语介绍：干细胞移植治疗，是一门先进的医学技术,为一些疑难杂症的治疗带来了希望。干细胞移植治疗是把健康的干细胞移植到患者体内，以达到修复或替换受损细胞或组织，从而达到治愈的目的。干细胞移植治疗范围很广，一般能治疗神经系统疾病、免疫系统疾病、还有其他的一些内外科疾病。干细胞在医学界被称为“万用细胞”，它可以分化成多种功能细胞或组织器官。4参考文献 Referrences1. Stolworthy, D.K., et al., MRI evaluation of spontaneous intervertebral disc degeneration in the alpaca cervical spine. J Orthop Res, 2015. 33(12): p. 1776-83.2. Wang, H.Q. and D. Samartzis, Clarifying the nomenclature of intervertebral disc degeneration and displacement: from bench to bedside. Int J Clin Exp Pathol, 2014. 7(4): p. 1293-8.3. Andersson, G.B., Epidemiological features of chronic low-back pain. Lancet, 1999. 354(9178): p. 581-5.4. Sun, W., et al., Sox9 gene transfer enhanced regenerative effect of bone marrow mesenchymal stem cells on the degenerated intervertebral disc in a rabbit model. PLoS One, 2014. 9(4): p. e93570.5. Wang, Y.T., X.T. Wu, and F. Wang, Regeneration potential and mechanism of bone marrow mesenchymal stem cell transplantation for treating intervertebral disc degeneration. J Orthop Sci, 2010. 15(6): p. 707-19.6. Huang, S., et al., Stem cell-based approaches for intervertebral disc regeneration. Curr Stem Cell Res Ther, 2011. 6(4): p. 317-26.7. Sobajima, S., et al., Feasibility of a stem cell therapy for intervertebral disc degeneration. Spine J, 2008. 8(6): p. 888-96.8. Yang, S.H., et al., In vitro study on interaction between human nucleus pulposus cells and mesenchymal stem cells through paracrine stimulation. Spine (Phila Pa 1976), 2008. 33(18): p. 1951-7.9. Korecki, C.L., et al., Notochordal cell conditioned medium stimulates mesenchymal stem cell differentiation toward a young nucleus pulposus phenotype. Stem Cell Res Ther, 2010. 1(2): p. 18.10. Caplan, A.I. and J.E. Dennis, Mesenchymal stem cells as trophic mediators. J Cell Biochem, 2006. 98(5): p. 1076-84.11. Yamamoto, Y., et al., Upregulation of the viability of nucleus pulposus cells by bone marrow-derived stromal cells: significance of direct cell-to-cell contact in coculture system. Spine (Phila Pa 1976), 2004. 29(14): p. 1508-14.12. Watanabe, T., et al., Human nucleus pulposus cells significantly enhanced biological properties in a coculture system with direct cell-to-cell contact with autologous mesenchymal stem cells. J Orthop Res, 2010. 28(5): p. 623-30.13. Cao, C., et al., Bone marrow mesenchymal stem cells slow intervertebral disc degeneration through the NF-kappaB pathway. Spine J, 2015. 15(3): p. 530-8.14. Terada, N., et al., Bone marrow cells adopt the phenotype of other cells by spontaneous cell fusion. Nature, 2002. 416(6880): p. 542-5.15. Chen, E.H. and E.N. Olson, Unveiling the mechanisms of cell-cell fusion. Science, 2005. 308(5720): p. 369-73.16. Strassburg, S., et al., Co-culture induces mesenchymal stem cell differentiation and modulation of the degenerate human nucleus pulposus cell phenotype. Regen Med, 2010. 5(5): p. 701-11.17. Vadala, G., et al., Coculture of bone marrow mesenchymal stem cells and nucleus pulposus cells modulate gene expression profile without cell fusion. Spine (Phila Pa 1976), 2008. 33(8): p. 870-6.18. Song, K., et al., Adipose-derived stem cells improve the viability of nucleus pulposus cells in degenerated intervertebral discs. Mol Med Rep, 2015. 12(3): p. 4664-8.19. Lu, Z.F., et al., Differentiation of adipose stem cells by nucleus pulposus cells: configuration effect. Biochem Biophys Res Commun, 2007. 359(4): p. 991-6.20. Miyamoto, T., et al., Intradiscal transplantation of synovial mesenchymal stem cells prevents intervertebral disc degeneration through suppression of matrix metalloproteinase-related genes in nucleus pulposus cells in rabbits. Arthritis Res Ther, 2010. 12(6): p. R206.21. Liu, Y., M.N. Rahaman, and B.S. Bal, Modulating notochordal differentiation of human induced pluripotent stem cells using natural nucleus pulposus tissue matrix. PLoS One, 2014. 9(7): p. e100885.22. Chen, J., et al., Differentiation of mouse induced pluripotent stem cells (iPSCs) into nucleus pulposus-like cells in vitro. PLoS One, 2013. 8(9): p. e75548.23. Liu, K., et al., Determination of the potential of induced pluripotent stem cells to differentiate into mouse nucleus pulposus cells in vitro. Genet Mol Res, 2015. 14(4): p. 12394-405.24. Vadala, G., et al., In vitro interaction between muscle-derived stem cells and nucleus pulposus cells. Spine J, 2008. 8(5): p. 804-9.25. Murrell, W., et al., Olfactory stem cells can be induced to express chondrogenic phenotype in a rat intervertebral disc injury model. Spine J, 2009. 9(7): p. 585-94.26. Morigele, M., et al., TGF-beta1 induces a nucleus pulposus-like phenotype in Notch 1 knockdown rabbit bone marrow mesenchymal stem cells. Cell Biol Int, 2013. 37(8): p. 820-5.27. Wu, Q., et al., Smad3 controls beta-1,3-glucuronosyltransferase 1 expression in rat nucleus pulposus cells: implications of dysregulated expression in disc disease. Arthritis Rheum, 2012. 64(10): p. 3324-33.28. Risbud, M.V., et al., Differentiation of mesenchymal stem cells towards a nucleus pulposus-like phenotype in vitro: implications for cell-based transplantation therapy. Spine (Phila Pa 1976), 2004. 29(23): p. 2627-32.29. Diao, H., et al., Improved cartilage regeneration utilizing mesenchymal stem cells in TGF-beta1 gene-activated scaffolds. Tissue Eng Part A, 2009. 15(9): p. 2687-98.30. Chen, S., S.E. Emery, and M. Pei, Coculture of synovium-derived stem cells and nucleus pulposus cells in serum-free defined medium with supplementation of transforming growth factor-beta1: a potential application of tissue-specific stem cells in disc regeneration. Spine (Phila Pa 1976), 2009. 34(12): p. 1272-80.31. Miljkovic, N.D., G.M. Cooper, and K.G. Marra, Chondrogenesis, bone morphogenetic protein-4 and mesenchymal stem cells. Osteoarthritis Cartilage, 2008. 16(10): p. 1121-30.32. Toh, W.S., et al., Combined effects of TGFbeta1 and BMP2 in serum-free chondrogenic differentiation of mesenchymal stem cells induced hyaline-like cartilage formation. Growth Factors, 2005. 23(4): p. 313-21.33. Liang, C.Z., et al., Dual release of dexamethasone and TGF-beta3 from polymeric microspheres for stem cell matrix accumulation in a rat disc degeneration model. Acta Biomater, 2013. 9(12): p. 9423-33.34. Bian, L., et al., Enhanced MSC chondrogenesis following delivery of TGF-beta3 from alginate microspheres within hyaluronic acid hydrogels in vitro and in vivo. Biomaterials, 2011. 32(27): p. 6425-34.35. Tao, Y., et al., TGF-beta3 and IGF-1 synergy ameliorates nucleus pulposus mesenchymal stem cell differentiation towards the nucleus pulposus cell type through MAPK/ERK signaling. Growth Factors, 2015. 33(5-6): p. 326-36.36. Ehlicke, F., et al., Intervertebral disc regeneration: influence of growth factors on differentiation of human mesenchymal stem cells (hMSC). Int J Artif Organs, 2010. 33(4): p. 244-52.37. van Beuningen, H.M., et al., Osteoarthritis-like changes in the murine knee joint resulting from intra-articular transforming growth factor-beta injections. Osteoarthritis Cartilage, 2000. 8(1): p. 25-33.38. Steinert, A.F., et al., Hypertrophy is induced during the in vitro chondrogenic differentiation of human mesenchymal stem cells by bone morphogenetic protein-2 and bone morphogenetic protein-4 gene transfer. Arthritis Res Ther, 2009. 11(5): p. R148.39. Ju, W., et al., The bone morphogenetic protein 2 signaling mediator Smad1 participates predominantly in osteogenic and not in chondrogenic differentiation in mesenchymal progenitors C3H10T1/2. J Bone Miner Res, 2000. 15(10): p. 1889-99.40. Chen, J.W., et al., Significance of hypoxia in the physiological function of intervertebral disc cells. Crit Rev Eukaryot Gene Expr, 2014. 24(3): p. 193-204.41. Naqvi, S.M. and C.T. Buckley, Bone Marrow Stem Cells in Response to Intervertebral Disc-Like Matrix Acidity and Oxygen Concentration: Implications for Cell-based Regenerative Therapy. Spine (Phila Pa 1976), 2016. 41(9): p. 743-50.42. Das, R., et al., The role of hypoxia in bone marrow-derived mesenchymal stem cells: considerations for regenerative medicine approaches. Tissue Eng Part B Rev, 2010. 16(2): p. 159-68.43. Li, C., et al., Inhibition of the endogenous CSE/H(2)S system contributes to hypoxia and serum deprivation-induced apoptosis in mesenchymal stem cells. Mol Med Rep, 2014. 9(6): p. 2467-72.44. Naqvi, S.M. and C.T. Buckley, Extracellular matrix production by nucleus pulposus and bone marrow stem cells in response to altered oxygen and glucose microenvironments. J Anat, 2015. 227(6): p. 757-66.45. Ni, L., et al., Effects of hypoxia on differentiation from human placenta-derived mesenchymal stem cells to nucleus pulposus-like cells. Spine J, 2014. 14(10): p. 2451-8.46. Stoyanov, J.V., et al., Role of hypoxia and growth and differentiation factor-5 on differentiation of human mesenchymal stem cells towards intervertebral nucleus pulposus-like cells. Eur Cell Mater, 2011. 21: p. 533-47.47. Kanichai, M., et al., Hypoxia promotes chondrogenesis in rat mesenchymal stem cells: a role for AKT and hypoxia-inducible factor (HIF)-1alpha. J Cell Physiol, 2008. 216(3): p. 708-15.48. Wright, E., et al., The Sry-related gene Sox9 is expressed during chondrogenesis in mouse embryos. Nat Genet, 1995. 9(1): p. 15-20.49. Bi, W., et al., Sox9 is required for cartilage formation. Nat Genet, 1999. 22(1): p. 85-9.50. Cao, L., et al., The promotion of cartilage defect repair using adenovirus mediated Sox9 gene transfer of rabbit bone marrow mesenchymal stem cells. Biomaterials, 2011. 32(16): p. 3910-20.51. Lee, J.M. and G.I. Im, SOX trio-co-transduced adipose stem cells in fibrin gel to enhance cartilage repair and delay the progression of osteoarthritis in the rat. Biomaterials, 2012. 33(7): p. 2016-24.52. Yang, H.N., et al., Chondrogenesis of mesenchymal stem cells and dedifferentiated chondrocytes by transfection with SOX Trio genes. Biomaterials, 2011. 32(30): p. 7695-704.53. Park, J.S., et al., Chondrogenesis of human mesenchymal stem cells mediated by the combination of SOX trio SOX5, 6, and 9 genes complexed with PEI-modified PLGA nanoparticles. Biomaterials, 2011. 32(14): p. 3679-88.54. Kim, H.J. and G.I. Im, Electroporation-mediated transfer of SOX trio genes (SOX-5, SOX-6, and SOX-9) to enhance the chondrogenesis of mesenchymal stem cells. Stem Cells Dev, 2011. 20(12): p. 2103-14.55. Im, G.I., H.J. Kim, and J.H. Lee, Chondrogenesis of adipose stem cells in a porous PLGA scaffold impregnated with plasmid DNA containing SOX trio (SOX-5,-6 and -9) genes. Biomaterials, 2011. 32(19): p. 4385-92.56. Im, G.I. and H.J. Kim, Electroporation-mediated gene transfer of SOX trio to enhance chondrogenesis in adipose stem cells. Osteoarthritis Cartilage, 2011. 19(4): p. 449-57.57. Tsujimoto, Y. and S. Shimizu, VDAC regulation by the Bcl-2 family of proteins. Cell Death Differ, 2000. 7(12): p. 1174-81.58. Li, W., et al., Bcl-2 engineered MSCs inhibited apoptosis and improved heart function. Stem Cells, 2007. 25(8): p. 2118-27.59. Fang, Z., et al., Differentiation of GFP-Bcl-2-engineered mesenchymal stem cells towards a nucleus pulposus-like phenotype under hypoxia in vitro. Biochem Biophys Res Commun, 2013. 432(3): p. 444-50.60. Lolli, A., et al., Silencing of Antichondrogenic MicroRNA-221 in Human Mesenchymal Stem Cells Promotes Cartilage Repair In Vivo. Stem Cells, 2016. 34(7): p. 1801-11.61. Vadala, G., et al., Intervertebral disc regeneration: from the degenerative cascade to molecular therapy and tissue engineering. J Tissue Eng Regen Med, 2015. 9(6): p. 679-90.62. Crevensten, G., et al., Intervertebral disc cell therapy for regeneration: mesenchymal stem cell implantation in rat intervertebral discs. Ann Biomed Eng, 2004. 32(3): p. 430-4.63. Ganey, T., et al., Intervertebral disc repair using adipose tissue-derived stem and regenerative cells: experiments in a canine model. Spine (Phila Pa 1976), 2009. 34(21): p. 2297-304.64. Navaro, Y., et al., Matrix stiffness determines the fate of nucleus pulposus-derived stem cells. Biomaterials, 2015. 49: p. 68-76.65. Spadaccio, C., et al., Poly-L-lactic acid/hydroxyapatite electrospun nanocomposites induce chondrogenic differentiation of human MSC. Ann Biomed Eng, 2009. 37(7): p. 1376-89.66. Sun, Z., et al., Adipose-derived stromal cells protect intervertebral disc cells in compression: implications for stem cell regenerative disc therapy. Int J Biol Sci, 2015. 11(2): p. 133-43.67. Le, H.Q., et al., Mechanical regulation of transcription controls Polycomb-mediated gene silencing during lineage commitment. Nat Cell Biol2016. 18(8): p. 864-75.68. Serigano, K., et al., Effect of cell number on mesenchymal stem cell transplantation in a canine disc degeneration model. J Orthop Res, 2010. 28(10): p. 1267-75.69. Ho, G., et al., Effect of severity of intervertebral disc injury on mesenchymal stem cell-based regeneration. Connect Tissue Res, 2008. 49(1): p. 15-21.

目前而言，各种因素导致神经末梢受到刺激，是椎间盘疼痛的主要原因，主要分为：压力改变，神经因素以及炎症介质。3.1压力改变临床上大部分盘源性腰痛患者坐位疼痛加剧，卧位缓解，而坐位椎间盘压力较卧位大，因此有学者认为椎间盘内压力的改变可以导致疼痛[9]。椎间盘压力变化的原因有很多，在不同程度上，可能引起椎间盘疼痛。对于年轻人来说，剧烈运动会使椎间盘压力分布发生变化，导致纤维外环受到物理刺激而引起疼痛[10]。而老年人的情况更为复杂。随着年龄的增长，椎间盘发生退行性改变，髓核脱水导致弹性和膨胀能力降低，髓核很容易破裂；同时，在压力增加或炎症的作用下，软骨终板和椎体骨间的毛细血管网因微血管阻塞而减少，终板软骨的营养吸收发生障碍，最终软骨终板变性、坏死[11]。这些因素共同作用可以引起纤维环的松弛或破裂，进而导致椎体不稳，使得椎体内压力变化，椎间盘出现异常活动，刺激纤维环的后1/3和相邻的后纵韧带中大量窦椎神经的痛觉神经末梢，从而引起疼痛[12]。正常位于窦椎神经末梢的伤害感受器处于静止状态，在窦椎神经末梢处于超敏状态时，这些静止的伤害感受器被激活，此时发生于脊柱的轻微压力变化甚或是正常活动都会引起严重的疼痛。所以称椎间盘源性疼痛是化学刺激感受器和机械刺激感受器介导的疼痛。3.2神经因素正常椎间盘的后1/3和相邻的后纵韧带有大量的窦唯神经，纤维环内层和髓核内并没有神经纤维分布，也就是说，理论上而言纤维内层和髓核无法感受到疼痛[13]。随着研究进展人们发现腰椎退行性改变后可出现神经浸润现象，即微血管和神经会从破裂的纤维环裂隙中长入，逐渐深入扩展至纤维内层甚至是髓核内[14]。Freemont[15]等人通过免疫组化研究发现，在纤维环破裂的腰椎间盘内，从髓核到外层的纤维环有一血管肉芽组织区域，而神经纤维可以沿着纤维环和髓核的间隙，从肉芽组织区域深入椎间盘的深层。这些神经大多是无髓纤维，轻微的压迫刺激都可能带来疼痛。Copper等的研究发现退变纤维环中的神经纤维密度高于正常的纤维环。有学者认为髓核退变、内层纤维环撕裂产生的炎症肉芽带可延深到纤维环表层，而窦椎神经的末梢纤维是无髓鞘纤维，容易受刺激产生疼痛，这很可能是盘源性腰痛的主要原因[16]。此外，人们对神经元也进行了相关的研究。椎间盘的神经主要来自背根神经节的小型神经元[14]，这些小型神经元可以根据化学性质的不同分为神经生长因子（NGF）依赖性的肽能神经元和胶质细胞源性神经营养因子(GDNF)依赖性的非肽能神经元。NGF依赖性的肽能神经元可分泌P物质和降钙素基因相关肽(CGRP)，这两种物质可以导致神经痛觉过敏，促进疼痛的发展。当神经元沿着纤维环和髓核的间隙，从肉芽组织区域长入椎间盘的深层时，NGF依赖性的肽能神经元会分泌更多的P物质、CGRP、TrkA受体、NGF等，降低椎间盘的疼痛阈值，引起患者的疼痛[17]。3.3炎症介质髓核是身体最大的无血管组织，正常的血管也不分布到纤维环表层，其中央退变的无血管髓核可作为抗原刺激机体产生免疫反应，产生许多炎症介质，如IIL-1b，IL-6，前列腺素E2，NO，肿瘤坏死因子，单核细胞趋化蛋白，P物质，碱性成纤维细胞生长因子和转化生长因子β等[18]。这些炎症介质通过退变间盘的放射状裂隙达到外层纤维环，可以使外层的神经纤维敏化或直接刺激而引起疼痛。IL-1、IL-6是常见的炎症因子，正常椎间盘中不含IL-1、IL-6[19]。Kang[20]等检测了来自盘源性腰痛患者标本的炎症介质表达，包括MMP、NO、PGE2以及IL-6。研究显示实验组的MMP、NO、PGE2、IL-6含量显著升高；而Burke[21]等人也对此进行了类似的研究。这说明白介素在盘源性腰痛的疼痛产生中起到了重要作用。众所周知，IL-1可促进PGE2以及5-羟色胺的表达，而PFE2和5-羟色胺是人身体中最重要的致痛物质。同时有研究发现，IL-1可以人体的痛阈降低，提高人体对疼痛的敏感性，这与前列腺素E2的作用相似。此外IL-1可能是其他炎症介质引起神经根疼痛的启动因子[22]。IL-6是炎症促进因子，它可以促进炎症细胞的聚集，激活并炎症介质，促进炎症介质的释放，进而引起机体的疼痛反应[19]。肿瘤坏死因子作为具有广泛的生物学活性的物质，在人体细胞的调节、免疫和炎症反应等过程中起重要作用[23]。在盘源性腰痛患者的椎间盘里同样存在肿瘤坏死因子的表达，而有学者研究表明，肿瘤坏死因子是引起神经源性疼痛的关键因子。肿瘤坏死因子作用于轴突后可以导致感觉神经轴突的低水平异位传导，并且可以兴奋后角神经元，这很有可能是引起疼痛的原因[24]。另外一项研究则证实肿瘤坏死因子造成的沃勒变性(神经纤维的脂肪变性)可以引起神经痛[25]。磷脂酶A2是一种内源性炎症介质，它具有强烈的刺激性，可以刺激硬膜和神经根，引起神经根炎，产生疼痛。1990年，Saal[26]等率先发现了突出的椎间盘组织中含有高水平的磷脂酶A2，并提出磷脂酶A2在突出的椎间盘组织中可以启动炎症反应。目前认为，在外力作用下椎间盘变性，纤维环会逐渐变薄并最终破裂，含有磷脂酶A2的髓核液体就会漏出到椎间盘周围的组织，从而产生腰痛[27]。各种炎症因子，通过引起椎间盘内微环境改变，以直接刺激或者降低神经疼痛阈值的方式，导致盘源性疼痛的发生。而其他如单核细胞趋化蛋白，P物质，碱性成纤维细胞生长因子和转化生长因子β等也可引起疼痛，但其机制还不是很清楚，对此仍需更深入的研究。

近日，胡润研究院与平安好医生日前联合发布《2017胡润·平安中国好医生榜》。共有来自中国20个城市、覆盖30个科室的近6000位“中国好医生”上榜。这也是胡润研究院首次发布该榜单。 胡润百富董事长兼首席调研员胡润表示，希望这份榜单能帮助患者了解受到同行认可的医生有哪些。胡润研究院与平安好医生项目组首先邀请346名国内顶尖医学专家（其中院士5名，国家级协会领导、三甲医院的院长、副院长的占比达到53%）一起提名了全国近12000名候选医生。其次，通过医生互评、专家评议和患者口碑三个维度对候选医生进行打分，各维度权重分别为40%，50%和10%。加权统计评分后，分别在中国大陆20个城市30个科室评选出前十名好医生榜（排名不分先后）。医生互评总投票量达到93795张，平均每位候选人投票8张。患者口碑通过多平台网络大数据调研，摘取候选医生的患者评价情况。 本次评选主要涵盖年龄55岁以下的医生，覆盖20个城市，分别为：北京、上海、深圳、广州、杭州、南京、成都、武汉、重庆、天津、西安、长沙、沈阳、郑州、长春、哈尔滨、济南、太原、石家庄和合肥。根据榜单显示，上榜的近6000位“中国好医生”中，男性占比65%，女性占比35%。平均年龄48岁；平均从业年限23.5年。主任医师占比64%，副主任医师占比36%。博士及博士后占比66%，硕士毕业的占比28%，本科毕业的占比6%；平均患者满意度7.5分（10分制）；平均在世界著名的SCI期刊《科学引文索引》上发表文章13篇，在国家级专业期刊上发表文章41篇；平均参与国家级科研项目3.6次。

历经极其严格评审和层层选拔，我院骨科赵庆华副主任医师指导的硕士研究生张永兴从全国2000多所高校、49996名获得2013-2014学年度国家奖学金的优秀学生中脱颖而出，与其他来自全国34个省、市、自治区的102名学生一起，获得中国特优生荣誉称号，成为交大医学院第一位获此殊荣的学生。 作为一名志存高远的学生，张永兴自入学以来便始终秉持“争创一流”的原则，在导师赵庆华副主任医师的悉心指导下，依托市一骨科的优质资源，刻苦勤勉、孜孜不倦，取得诸多荣誉。他两次荣获国家奖学金、“卫材”奖学金，分获上海市优秀毕业生、上海交通大学“三好学生”、“优秀学生干部”、市一医院院长奖等荣誉称号20余项，在国内外权威期刊发表论文20余篇（其中SCI论著10篇），授权实用新型专利2项，发明专利1项，以副主编身份参编专著1部。并获得第 20 届“科创杯”青少年科技创新大赛三等奖；第三届“钱学森杯”上海交通大学学术科技大赛二等奖；第二届“懿德杯”上海交通大学医学院青少年科技创新发明大赛一等奖等荣誉。 作为奖励优秀在校大学生的国家最高荣誉，国家奖学金评选不仅是落实国家奖助政策的形式，也是对我国高等教育成果的检验；秉承“优中选优、强中更强”的原则，教育部每年从获得国家奖学金的学生中选取百余名佼佼者，授予“中国特优生”称号，并将他们的优秀事迹汇编成册，激励当代青年学生奋发图强，为伟大“中国梦”谱写更加动人、壮美的青春之歌。

日前，我院骨科赵庆华与东华大学纳米化学与生物工程系史向阳教授课题组合作，开发出一种聚乙二醇（PEG）修饰的聚乙烯亚胺（PEI）超稳定纳米金颗粒显像剂，因其具有优良的血液、淋巴系统及肿瘤成像能力，具有广阔的临床应用前景。2016年1月，该研究成果被《Nanoscale》（国际纳米科学领域重要杂志，英国皇家化学会材料一区杂志，2014年影响因子IF=7.394）接收并发表。传统含碘造影剂显像特异性差、高浓度可能造成肾毒性，诸多问题影响其临床应用效果，并束缚CT诊断技术的发展。基于此，交大医学院2015级硕士研究生张永兴在导师赵庆华的指导下，依托上海市骨肿瘤研究所和我院核医学科的优势资源，利用纳米合成化学技术合成纳米金颗粒，并与PEI复合，加以PEG修饰，构建新型的超稳定纳米金颗粒显像剂。研究显示，该显像剂具有良好的血液和生物相容性，药代动力学特征稳定，可以在CT辅助下实现特异性显影，与周围组织对比显著。在未来，该显像剂有望替代传统的含碘造影剂，成为更加高效、安全、廉价的新型辅助诊断工具。本研究拓展了纳米合成和表面修饰等技术在生物医学领域的应用，有望为疾病的早期诊断与治疗提供帮助指导。该研究得到了上海市自然科学基金和上海市教委2014年度产学研项目等项目的支持。（通讯员：张永兴）

解决腰痛第一步：腰部GASS训练计划正如颈痛一样，在每个人的一生中也会经历腰部疼痛（Back Pain）。日常工作、家务劳动、运动外伤，包括一些骨性关节炎、骨质疏松症等疾病都会引起腰痛。大多数患者均可以通过药物治疗、功能锻炼、理疗缓解腰痛，仅有很少的患者需要手术治疗。导致腰痛发生风险的因素搬运重物体重超重久坐驾驶吸烟什么是GASS训练计划GASS是四个训练计划的首个字母缩写1. General Health Promotion 体质改善2. Aerobic Exercises 有氧锻炼3. Strenching Exercises 伸展运动4. Strengthing Exercises 力量训练为什么GASS训练计划非常重要许多患者通过GASS Program都达到疼痛缓解的目的。它有两方面作用：1.减轻或消除疼痛；2.如果接受手术，它能够帮助患者更快的康复。我们的脊柱和肌肉是如何工作的我们的腰椎是由许多肌肉群支持，从而完成腰部各种活动（图A）。躯体前方和后方的肌肉共同支撑腰椎，保持躯干姿势。肌肉的功能是保持腰椎稳定、完成活动以及支撑。人体的脊柱类似于帐篷的支撑杆。在大风中，如果图A中的绳索没有拉紧，帐篷将会摇摆不稳。但是，如果在图B中，绳索拉紧后，帐篷将会非常稳定。因此，腰部周围的肌肉就像图中的绳索一样，如果肌肉不够强壮，脊柱就会过度活动，出现肌肉失衡。在日复一日的活动中，脊柱将无法承受，导致出现退变。如果肌肉强壮，则不会出现此类情况。（1）控制体重，合理膳食（2）戒烟，戒烟能干减轻或消除脊柱疼痛。一些研究已经显示：吸烟与脊柱疼痛之间存在相关性。即使少量吸烟也是有害的。延长寿命改善健康状况，减少肺癌、喉癌、高血压、心血管疾病的风险减少子女因吸“二手烟”而患病的风险。2、Aerobic Exercises 有氧锻炼有氧锻炼的优点：增加活动能力降低血压加强心脏、肺部功能提升骨质密度改善睡眠改善耐力减少躯体脂肪减少焦虑、抑郁、紧张及压力改善自我形象及增加自信增加肌肉力量及容量需要锻炼多长时间？每周至少锻炼3次（最好不在同一天），每次20～30分钟。如果刚开始锻炼，可以从20分钟开始，逐渐增加到30分钟。下列各种运动均可：步行、跑步、游泳、骑行。3、Strenching Exercises 伸展运动导致颈部疼痛的直接原因包括：肌肉不活动导致的“关节僵直样”症状；肌肉劳损，常在肌肉过度使用时出现；肌肉筋挛，常出现于脊柱周围以及两间之间区域。摸趾锻炼（图A）：固定膝关节，尽可能触摸脚趾，并维持最大的弯曲程度。不要“弹簧式”反复触摸，这样可能加重腰痛。可以记录自己触摸脚趾的最低位置及时间，逐渐增加活动量。后伸锻炼（图B）：双手置于髋部，缓慢后伸腰部，维持最大的后伸程度。地板后伸锻炼（图C）：显示的是最简单的腰部后伸锻炼。注意保持髋、膝及足趾不要离开地面。4、Strengthing Exercises 力量训练仰卧抬腿训练（图D）：Level 1：仰卧，依次抬起两条腿，锻炼腹部肌肉Level 2：仰卧，同时抬起两条腿，距离地面15cm；当能够保持2分钟后，进入Level 3Level 3：仰卧，小腿屈曲90度放于椅子上，做屈腹运动，锻炼腹肌。俯卧抬腿训练（图E）：Level 1：俯卧，保持小腿伸直，依次后伸抬起两条腿，离开地面15cm，当能够保持2分钟后，进入Level 2Level 2：俯卧，保持小腿伸直，同时抬起两条腿；当能够保持2分钟后，进入Level 3Level3：同时使双臂和下肢抬离地面，保持“飞机”姿势，尽可能保持更长的时间。力量训练的注意事项：感到疲劳或疼痛则需要暂停锻炼。进行抬腿训练时，需要保持下肢伸直并离开地面15cm。记录保持的时间，从而更好的坚持。您可能会发现腰部或周围的肌肉疼痛加剧。这是由于锻炼额外增加了肌肉的负担，这更加说明肌肉需要力量训练。坚持锻炼则会逐渐消除这些疼痛。如果几天后疼痛仍然存在，可以减少活动程度，并且去看医生。但是，不要停止锻炼。保持健康腰椎的小窍门每周进行2～3次的腰椎伸展运动和力量训练；久坐时可以站起来改变体位，并定时起身活动；学习正确的工作、生活姿势；学习并运用更多的脊柱肌肉锻炼；如果夜间痛醒，可以尝试改变睡姿，硬些的床垫或在膝关节下放置枕头会有所帮助。如果必须搬运重物，记得不要弯腰，屈膝保持脊柱直立。尽量抱住物品，使用下肢的力量而不是背部的力量；如果长时间站立，把一只脚放在凳子上；驾驶时不要“塌腰”或“弯腰”，保持直立坐姿，可以在腰部放一个靠垫支撑腰部；如果持续疼痛，则需要及时就诊。最后，为更好的坚持锻炼，应当建立“锻炼时间表”，

近日，中华医学会第十七届骨科学术会议暨第十届COA国际学术大会在重庆举行，近两万名国内外骨科医生及骨科相关行业人员参会。我院骨科赵庆华副主任医师受邀作题为“中国青少年颈肩腰背痛及影响因素的相关性研究”的大会报告，由硕士研究生张永兴代为发言，获得与会嘉宾的关注和好评。脊柱健康的病因学研究，是脊柱疾病转化医学研究的重要组成部分。秉承“大数据思维指导临床实践”的理念，赵庆华副主任医师研究团队历时4年，在青少年慢性脊柱疼痛患病率及影响因素等方面开展相关工作。相关研究成果已经在脊柱外科权威期刊《Spine》《BMC Musculoskeletal Disorders》《Plos one》《中华医学杂志》发表原创性论著8篇，并获得交大第三届“钱学森杯”学术科技大赛二等奖。今年是中华医学会与骨科学分会的喜庆之年，即中华医学会百年华诞和创办COA十年。中华医学会骨科学分会主办的COA国际学术大会是国内骨科界规模最大、级别最高的国际学术年会，本届大会主题为“传承永续，创新耀今”，致力于联合全世界骨科精英的力量，开创世界骨科发展的新天地。其科学专题概括了骨科基础研究、脊柱、关节、创伤、骨肿瘤、关节镜与运动医学、微创与导航技术、骨质疏松、足踝外科、护理、骨显微外科、小儿骨科、骨科康复等方面的最新技术和临床进展。骨科十分重视对年轻医师的专业培训，在科室领导的组织和协调下，每年均安排科室人员积极投稿并参会学习，希望以此为契机，不断提升科室学术技术水平，提高医院及科室知名度，更好地为患者服务，为我国的医疗保健事业多做贡献。

任何疾病，首先要明确诊断，因此，建议患者一定去正规医院诊断与治疗，不可以相信所谓江湖游医，以免贻误病情。1、患了颈椎病后不要惊慌，当然更不能消极等待，要尽早到规模较大的医院接受正规的诊疗，切忌到非正规医疗机构进行推拿、牵引、按摩等治疗，不但延误病情而且容易使病情加重，对脊髓造成不可逆性损伤。2、关于休息：颈椎病急性发作期或初次发作的病人，要适当注意休息，病情严重者更要卧床休息2-3周。但卧床时间不宜过长，以免发生肌肉萎缩、组织粘连、关节粘连等变化，阻碍颈椎病的恢复。所以颈椎病的间歇期和慢性期，应适当参加工作．不需长期休息。3、关于保健：人体尤如一部复杂的机器，时常需要加以保养。要对颈部加以保护，尽量避免不必要的损伤。无论是睡眠、休息还是学习工作，甚至日常一些动作，都要保持良好的习惯，时刻不忘颈椎的保护。4、关于治疗：颈椎病的治疗方法有非手术治疗和手术治疗之分。绝大多数病人经非手术治疗能够缓解症状甚至治愈不发。但是神经根型与脊髓型颈椎病一定要手术治疗。5.手术后有什么注意事项？（1）术后第二天就可以在颈托保护下下床活动，避免摔跤。（2）外出时需要颈托保护3个月左右。（3）出院后第1，3，6个月需要拍片检查骨质愈合情况，一般术后3个月植骨愈合后不再需要颈托保护。（4）术后出现异常情况一定要找自己的主刀医生复诊，切忌到外院随意就诊，以免延误疾病的诊治，造成严重后果。